Plantes –insecticides : devenir de l’insecticide dans l’environnement
L’insecticide, produit en permanence dans la plante, s’accumule dans toutes ses cellules, et notamment dans les racines par lesquelles il peut être exsudé dans le sol (celles-ci se comportant comme de véritables passoires). Ce phénomène a d’ailleurs été scientifiquement démontré chez des maïs, pommes de terre et riz transgéniques Bt [20, 21], et en particulier pour l’insecticide Cry1Ab produit dans le maïs Bt MON810 (ainsi que dans les maïs Bt11 et Bt176) [22]. La protéine Bt Cry1Ab ainsi exsudée par les racines du maïs MON810 peut alors être adsorbée sur des particules d’argile [23], et une étude publiée en 2005 a montré qu’elle persistait dans le sol en restant biologiquement active pendant au moins 7 mois [24]. Une autre étude a également montré une grande persistance (pendant plus de 200 jours, durée de l’étude réalisée) de la protéine Cry1Ab dans les résidus de maïs MON810 restant dans les champs [25]. La dégradation de cette protéine Bt s’étant avérée être quasiment nulle pendant la période hivernale, sa persistance concerne tout particulièrement des régions comme l’Europe où les hivers sont relativement froids. Mais les effets cumulatifs à long terme de la culture continue sur plusieurs années du maïs OGM Bt dans le contexte européen n’ont pas été évalués, alors qu’il sont évidemment essentiels en terme d’appréciation des risques.
Si les plantes Bt permettent a priori de diminuer la quantité d’insecticide pulvérisé sur les cultures, elles ne permettent donc nullement de s’affranchir de la présence de l’insecticide dans l’environnement.
Si les plantes Bt permettent a priori de diminuer la quantité d’insecticide pulvérisé sur les cultures, elles ne permettent donc nullement de s’affranchir de la présence de l’insecticide dans l’environnement.
Effets des plantes-insecticides sur la faune non cible.
Un certain nombre d’études de ces dernières années ont montré des effets toxiques des maïs Bt produisant la toxine recombinante Cry1Ab, ou de la toxine elle-même, sur ce qui est appelé « la faune non cible », c’est-à-dire sur des animaux autres que les insectes visés par cette toxine (pyrale et sésamie). C’est la cas sur le lombric (ver de terre) [26], sur le papillon monarque [27, 28], sur le papillon de nuit Spodoptera littoralis (un ravageur des plantations de coton) [29], sur des insectes qui sont eux-mêmes des ennemis naturels des insectes ravageurs des cultures, tels que la guêpe Cotesia marginiventris [30], et le coléoptère Poecilus copreus [31], sur des insectes aquatiques présents dans les ruisseaux et dans les fossés de drainage en bordure des champs [32], sur la puce d’eau Daphnia magna [33], et sur la coccinelle Adalia bipunctata [34, 35].
Sélection d’insectes résistants à l’insecticide
La production permanente d’insecticide par une culture de plantes Bt crée un nouveau milieu de sélection qui peut favoriser le développement de résistances chez les insectes.
Des insectes résistants (à un insecticide particulier) peuvent apparaître spontanément et être naturellement présents dans une population donnée d’insectes, mais ils sont très minoritaires, et le restent tant que l’on ne crée pas d’avantage sélectif en leur faveur. Dans l’agriculture conventionnelle où la pulvérisation de l’insecticide est ponctuelle et donc limitée dans le temps, il ne porte pas une atteinte massive à l’ensemble des populations de l’insecte concerné au point d’inverser les proportions des insectes sensibles et des insectes résistants au sein de ces populations. En revanche, dans le cas des cultures Bt où la production de l’insecticide est permanente, les insectes ciblés sont décimés massivement. Il en résulte un enrichissement, au sein d’une population donnée, en insectes résistants qui finiront, après quelques générations, par devenir majoritaires sur l’ensemble des populations de l’insecte concerné (en tout cas pour une région géographique donnée).
C’est ainsi qu’une résistance à l’insecticide Bt Cry1Ac produit pardu coton transgénique est apparue chez certaines populations du papillon Helicoverpa zea, dans les Etats d’Arkansas et du Mississipi [36]. Par ailleurs, deux études de 2007 montrent l’apparition d’une résistance au maïs transgénique Bt produisant l’insecticide Cry1Ab chez deux lépidoptères qui sont des cibles secondaires de cette toxine : un insecte foreur de la canne à sucre dans le Nord Est de la Louisiane [37], et le foreur africain des graminées en Afrique du Sud [38].
Des insectes résistants (à un insecticide particulier) peuvent apparaître spontanément et être naturellement présents dans une population donnée d’insectes, mais ils sont très minoritaires, et le restent tant que l’on ne crée pas d’avantage sélectif en leur faveur. Dans l’agriculture conventionnelle où la pulvérisation de l’insecticide est ponctuelle et donc limitée dans le temps, il ne porte pas une atteinte massive à l’ensemble des populations de l’insecte concerné au point d’inverser les proportions des insectes sensibles et des insectes résistants au sein de ces populations. En revanche, dans le cas des cultures Bt où la production de l’insecticide est permanente, les insectes ciblés sont décimés massivement. Il en résulte un enrichissement, au sein d’une population donnée, en insectes résistants qui finiront, après quelques générations, par devenir majoritaires sur l’ensemble des populations de l’insecte concerné (en tout cas pour une région géographique donnée).
C’est ainsi qu’une résistance à l’insecticide Bt Cry1Ac produit pardu coton transgénique est apparue chez certaines populations du papillon Helicoverpa zea, dans les Etats d’Arkansas et du Mississipi [36]. Par ailleurs, deux études de 2007 montrent l’apparition d’une résistance au maïs transgénique Bt produisant l’insecticide Cry1Ab chez deux lépidoptères qui sont des cibles secondaires de cette toxine : un insecte foreur de la canne à sucre dans le Nord Est de la Louisiane [37], et le foreur africain des graminées en Afrique du Sud [38].
Impacts environnementaux des plantes tolérant un herbicide.
Si les plantes Bt (plantes-insecticides) peuvent être présentées comme des plantes permettant de pulvériser moins d’insecticide (ce qui ne résout rien puisqu’elles synthétisent en quantités incontrôlables un nouvel insecticide qui se retrouve dans l’environnement en étant exsudé par les racines), les plantes tolérant un herbicide sont justement faites pour pouvoir pulvériser l’herbicide en question sur l’ensemble des cultures concernées afin de se débarrasser des dites « mauvaises herbes » sans avoir à prendre de précautions vis-à-vis des plantes cultivées (puisqu’elles tolèrent l’herbicide). Dans les pays où ces plantes sont cultivées sur d’énormes étendues (Etats-Unis, Canada, Brésil, Argentine), l’herbicide est alors pulvérisé classiquement avec d’énormes rampes tirées par des tracteurs ou carrément à l’aide d’hélicoptères ou d’hydravions [39]. Il est évident qu’avec de telles méthodes, les agriculteurs n’y vont pas avec le dos de la cuillère, et ce ne sont pas des doses homéopathiques qui sont pulvérisées. Pour le plus grand bonheur du semencier qui, à chaque fois qu’il vend la plante, vend l’herbicide ! Par exemple, aux Etats-Unis entre 1999 et 2004, la quantité d’herbicide pulvérisé a augmenté de 64 000 tonnes, alors que dans la même période, les surfaces cultivées de plantes tolérant un herbicide (le Roundup essentiellement) ont quasiment doublé : elles sont passées de 34 à 60% pour le coton (par rapport aux surfaces totales de coton), de 57 à 85% pour le soja, et de 9 à 18% pour le maïs [40]. Au Canada, la culture des OGM s’est accompagnée d’une augmentation de la vente des herbicides de 41% en cinq ans [41]. Ce processus ne fait que s’amplifier d’année en année : plus la quantité d’herbicide pulvérisé est importante, plus le seuil de tolérance des « mauvaises herbes » est élevé, et plus il faut en pulvériser l’année suivante. De plus, une telle utilisation massive de Roundup ne peut que conduire à sélectionner des plantes adventices tolérantes à l’herbicide tel que ce la s’est produit ces dernières années en Georgie avec l’amarante dans les champs de soja transgénique tolérant au Roundup.
La culture intensive de ce type d’OGM agricoles ramène donc au premier plan la question du devenir et des effets de ces herbicides dans l’environnement.
La culture intensive de ce type d’OGM agricoles ramène donc au premier plan la question du devenir et des effets de ces herbicides dans l’environnement.
Risques de contaminations (pollutions) génétiques.
Il s’agit des risquesque le (ou les) transgène(s) introduit(s) volontairement dans une plante se retrouve(nt) involontairement dans une autre ou dans un autre organisme. On distingue d’une part la contamination dite « verticale » ou par « transferts verticaux », c’est-à-dire par pollinisation et croisements inter-variétaux, et d’autre part la contamination dite « horizontale » ou par « transferts horizontaux », c’est-à-dire le transfert direct de matériel génétique entre deux organismes, sans croisement, par exemple entre plantes et micro-organismes du sol.Les transferts verticaux sont ceux qui se font des individus « parents » aux individus « enfants », c’est-à-dire par reproduction sexuée (et donc, pour les plantes, par l’intermédiaire du pollen).
La pollinisation, qu’elle soit anémophile (par le vent) ou entomophile (par les insectes), reste évidemment incontrôlable. Le pollen ne s’arrête pas à 50 mètres comme le nuage de Tchernobyl s’arrête à la frontière franco-allemande. La dispersion du pollen peut effectivement se faire sur de grandes distances [42, 43], de plusieurs dizaines de kilomètres, qui peuvent bien sûr varier en fonction des plantes, des conditions climatiques, des reliefs et autres paramètres environnementaux.
Les transferts horizontaux, quant à eux,, amplement démontré entre bactéries (à la fois in vitro et dans des environnements naturels) [44-48], a également été mis en évidence, à travers un certain nombre d’exemples, entre des plantes (ou autres organismes pluricellulaires) et des bactéries du sol [49-53], ainsi qu’entre des plantes et des champignons microscopiques parasites des plantes [54,55]. Des transferts horizontaux du gène de résistance à l’antibiotique hygromycine ont d’ailleurs été démontrés entre des plantes transgéniques (dans lesquelles il était utilisé comme gène « marqueur ») d’une part, et le champignon filamenteux Aspergillus niger [56] ou une bactérie du sol [57] d’autre part. La même démonstration a été faite pour le gène de résistance à l’antibiotique kanamycine entre une betterave à sucre transgénique (dans laquelle il était là encore utilisé comme gène « marqueur ») et des bactéries du sol [58].
Certes, les quelques (trop) rares études expérimentales faites en laboratoires sur le transfert horizontal entre des plantes transgéniques et des micro-organismes du sol ou associés aux plantes indiquent que les fréquences de ces transferts sont très faibles [59-62]. Mais il ne faut pas perdre de vue les points suivants. Premièrement, ces conclusions reposent sur un nombre très faible d’études. Deuxièmement, une surface cultivée représente une extraordinaire concentration des gènes étrangers qui font l’objet du risque de pollution génétique. Troisièmement, chaque étude de transfert horizontal en laboratoire ne s’intéresse qu’à un seul micro-organisme (comme receveur potentiel du gène étranger) alors que le sol en contient une multitude dont environ 5% seulement sont connus. Et quatrièmement, après récolte, les parties de plantes restantes sont en général broyées et enfouies dans le sol, ce qui augmente considérablement l’accessibilité des micro-organismes du sol à l’ADN végétal, et donc les risques de transferts horizontaux.
Les études faites en laboratoire ne peuvent donc que largement sous-estimer les fréquences avec lesquelles ces transferts peuvent se produire en plein champ. Pour autant, il est évident que ce type d’étude — notamment en raison de la multitude de micro-organismes présents dans le sol — est inabordable en espace ouvert [63] et qu’aucun essai en plein air ne pourrait être justifié par des études de transfert horizontal. Enfin, il est essentiel de souligner, qu’en ce qui concerne les OGM agricoles, une faible (et aussi faible soit elle) fréquence de contamination ne peut constituer un argument en faveur d’une dissémination volontaire, tout simplement en raison de l’avantage sélectif que peut éventuellement procurer le gène étranger à l’organisme qui le récupère. En effet, si le gène en question confère des propriétés avantageuses à l’organisme qui l’héberge, celui-ci pourra alors proliférer au détriment des ses congénères et des autres organismes de la même niche écologique. Dans une revue sur les risques de transferts horizontaux entre les plantes transgéniques et les bactéries du sol [64], les auteurs soulignent que « Les fréquences de transfert ne doivent pas être confondues avec les probabilités de survenue des implications environnementales… » Ils ajoutent que « Seulement une compréhension précise des évènements sélectifs dans les environnements naturels permettra de prédire les conséquences possibles de l’introduction de nouveaux gènes dans les milieux ouverts ».
La pollinisation, qu’elle soit anémophile (par le vent) ou entomophile (par les insectes), reste évidemment incontrôlable. Le pollen ne s’arrête pas à 50 mètres comme le nuage de Tchernobyl s’arrête à la frontière franco-allemande. La dispersion du pollen peut effectivement se faire sur de grandes distances [42, 43], de plusieurs dizaines de kilomètres, qui peuvent bien sûr varier en fonction des plantes, des conditions climatiques, des reliefs et autres paramètres environnementaux.
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Certes, les quelques (trop) rares études expérimentales faites en laboratoires sur le transfert horizontal entre des plantes transgéniques et des micro-organismes du sol ou associés aux plantes indiquent que les fréquences de ces transferts sont très faibles [59-62]. Mais il ne faut pas perdre de vue les points suivants. Premièrement, ces conclusions reposent sur un nombre très faible d’études. Deuxièmement, une surface cultivée représente une extraordinaire concentration des gènes étrangers qui font l’objet du risque de pollution génétique. Troisièmement, chaque étude de transfert horizontal en laboratoire ne s’intéresse qu’à un seul micro-organisme (comme receveur potentiel du gène étranger) alors que le sol en contient une multitude dont environ 5% seulement sont connus. Et quatrièmement, après récolte, les parties de plantes restantes sont en général broyées et enfouies dans le sol, ce qui augmente considérablement l’accessibilité des micro-organismes du sol à l’ADN végétal, et donc les risques de transferts horizontaux.
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Références
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